1. 引言
蛋白质磷酸化是人体内重要的蛋白翻译后修饰，其过程分别受磷酸化酶与去磷酸化酶调控，在细胞信号转导过程中起着重要的作用 [1]。蛋白酪氨酸磷酸酶(PTP)为磷酸酪氨酸蛋白的去磷酸化酶，与蛋白酪氨酸激酶(PTK)共同维持体内酪氨酸蛋白磷酸化的平衡，控制着细胞增殖、分化、生长和凋亡进程中的多个方面。酪氨酸蛋白磷酸化的失调通常与癌症、自身免疫性疾病和糖尿病等多种疾病的发生发展密切相关 [2]。实际上，在过去20多年里，以PTK抑制剂为代表的靶向抗肿瘤药物取得了快速发展，丰富了临床用药，改善了患者的预后 [3]。然而，靶向PTP的药物研发却进展缓慢 [4]。
在PTP家族中，含Src同源2结构域蛋白酪氨酸磷酸酶2 (SHP2)是目前唯一被证实的原癌蛋白，其由蛋白酪氨酸磷酸酶非受体型11 (PTPN11)基因编码，在人体内广泛表达 [5]。作为非受体PTP，SHP2位于多条受体酪氨酸激酶(RTK)信号通路上的节点位置，是这些通路不可或缺的调控分子。此外，SHP2还参与程序性死亡受体1及其配体1 (PD-1/PD-L1)介导的免疫逃逸 [6]。正是由于SHP2处于多条重要信号通路的枢纽位置，其基因突变或过表达与人类多种肿瘤的发生发展相关 [7]。PTPN11的功能获得性(GOF)突变往往会使SHP2始终处于活化状态，从而过度激活下游信号 [8]，促进肿瘤的发生发展。研究表明，约35%幼年型粒单核细胞白血病(JMML)患者、7%急性B淋巴细胞白血病(B-ALL)患者和5%急性髓系白血病(AML)患者存在PTPN11突变。其中常见的突变形式为E76K、E69K和G60R/V等 [6]。然而，值得一提的是，成人白血病和实体瘤患者却罕见PTPN11GOF突变，而其主要表现为SHP2过表达，并且SHP2高表达往往与这些患者的预后不良有关 [9]。因此，多年来人们一直致力于研发SHP2抑制剂。可是，至今为止尚无一款靶向SPH2的抗肿瘤药物上市，为此SHP2蛋白一度被认为是“无药可及”的靶点 [4]。直至近来多款SHP2变构抑制剂进入临床试验才给该靶点带来曙光。
2. SHP2的结构及生物学功能
2.1. SHP2蛋白结构
SHP2由593个氨基酸残基组成，其包括N端两个串联的SH2结构域(N-SH2和C-SH2)、一个具有催化活性的PTP结构域和包含两个酪氨酸磷酸化位点(Tyr542和Tyr580)的C末端尾部。晶体结构(PDB ID：2SHP)显示，SHP2在静息状态下保持自抑制的闭合构象，此时N-SH2结构域的D'E环和两侧的βD'及βE链伸入PTP催化位点的裂缝中，与催化口袋的P环、pTyr环和Q环形成相互作用，从而阻止底物与催化位点结合。当受到生长因子或细胞因子刺激时，两个SH2结构域表面暴露的磷酸酪氨酸(pTyr)识别位点与RTK或细胞因子受体表面特定的酪氨酸基序结合，导致N-SH2域与PTP域分离，从而诱导SHP2的闭合构象改变成开放型构象，让底物有机会与暴露的催化位点结合，最终实现去磷酸化(图1) [5]。
Figure 1. Crystal structure of SHP2 (A) and schematic diagram of SHP2 autoinhibited and activated states (B)
图1. SHP2的晶体结构(A)及其自抑制和活化态示意图(B)
2.2. SHP2调控的信号通路
SHP2在维持蛋白质酪氨酸磷酸化的稳态过程中起重要的作用，参与细胞内RAS/RAF/MEK/ERK、PI3K/AKT和JAK/STAT等信号通路的调控，影响细胞的增殖、分化、衰老和凋亡等生命活动(图2) [6]。其中，SHP2是RAS/ERK通路的正调控因子，可通过多种方式激活该通路。首先，SHP2可以作为衔接蛋白与Grb2、SOS1形成复合物，促进RAS的SOS1依赖性激活，从而激活下游RAF/MEK/ERK级联反应 [10]。其次，SHP2能够直接使RAS中的pTyr32去磷酸化，从而减弱RAS与RAF的抑制性结合，增强下游信号转导 [11]。此外，SHP2可以使RAS通路中的相关蛋白(如EGFR和Sprouty等)表面特定的pTyr去磷酸化，从而维持RAS的活化状态(RAS-GTP)，激活下游信号，进而促进细胞的增殖、生长和分化等过程 [12]。而SHP2对PI3K/AKT和JAK/STAT通路则表现出正负双重调控作用。其中，SHP2对PI3K/AKT通路的调节与上游刺激信号有关，而对JAK/STAT通路的调控则显示底物特异性和细胞特异性 [6]。
此外，SHP2还参与免疫检查点共抑制分子PD-1/PD-L1信号通路的调控。一方面，PD-1与PD-L1结合后会通过胞内免疫受体酪氨酸抑制基序(ITIM)和免疫受体酪氨酸基开关基序(ITSM)结构域招募SHP2，使T细胞受体(TCR)下游信号分子去磷酸化，阻断信号转导，从而抑制T细胞介导的免疫应答。另一方面，SHP2可以在PD-1激活后优先使T细胞表面表达的共刺激分子CD28去磷酸化，抑制其介导的PI3K激活，阻断共刺激信号，从而进一步抑制T细胞的功能。此外，SHP2还能够使TCR复合物中的ZAP70去磷酸化，削弱ZAP70与CD3ζ上免疫受体酪氨酸激活基序(ITAM)的结合，从而抑制下游信号转导，导致TCR介导的IL-2合成减少，并抑制T细胞的增殖 [6]。实际上，抑制SHP2能够恢复T细胞的应答 [13]。
综上所述，作为多条信号通路的汇聚节点，SHP2的过度活化与多种癌症驱动机制相关，因此SHP2抑制剂不仅有希望成为广谱的抗癌药物，而且可以与其它药物联合使用来达到增强疗效、克服或减缓耐药性的产生。因此人们研发了一系列靶向PTP催化位点的正构抑制剂。然而，由于PTP催化域的氨基酸序列高度保守，再加上该催化位点呈现正电荷环境，导致SHP2正构抑制剂通常缺乏选择性，并且透膜性差 [14]。于是，人们将注意力转向研发变构抑制剂，并很快便取得积极的进展。
Figure 2. SHP2 mediated signaling pathways [6]
图2. SHP2介导的信号通路 [6]
3. SHP2变构抑制剂的研发
3.1. SHP099
2016年，诺华公司首次报道SHP2变构抑制剂。他们通过高通量筛选得到一些苗头化合物，其中SHP836(1)对SHP2的抑制活性(IC50值)为12 μM，而对PTP催化域无作用。共晶结构(PDB ID：5EHP)显示，SHP836通过与位于C-SH2、N-SH2和PTP的交界处的隧道状变构口袋结合，使SHP2稳定在自抑制的闭合构象，从而使其催化活性受到抑制 [15] [16]。构效关系研究发现，以4-氨基哌啶替代哌嗪环，同时在4位引入甲基能使氨基稳定于平伏键，从而维持哌啶环的优势构象(2)，可使活性提升46倍。将嘧啶环改为1,2,4-三嗪(3)，可保持活性。考察其作用模式可知，三嗪环上的1位N原子趋向于Arg111，而2位N原子几乎对结合亲和力影响不大，因此删除该N原子得到吡嗪化合物SHP099(4) (图3)。结果发现，采用吡嗪环替代可显著增强抑制效力，SHP099对SHP2的生化抑制活性比SHP836提高170倍，并且对SHP1和PTP1B无抑制作用。共晶结构(PDB ID：5EHR)显示，SHP099同样结合于隧道状变构口袋中。其中，哌啶片段占据变构口袋的极性区域，4-氨基与Phe113主链羰基产生氢键作用。此外，吡嗪上的氨基与Glu250主链羰基形成氢键，而1位N原子则与Arg111形成氢键，该氢键可促进Arg111与二氯苯基之间形成π-阳离子堆积 [15]。
Figure 3. The structural optimization: from hit SHP836 to lead SHP099
图3. 从苗头化合物SHP836到先导化合物SHP099的结构优化过程
小鼠药代动力学(PK)实验结果表明，SHP099表现出可接受的口服暴露量(5 mg/kg po, 565 μM/h)和生物利用度(F = 46%)。药效学(PD)实验表明，每日给药剂量在100 mg/kg时可观察到肿瘤停滞 [15]，并且与PD-1抑制剂联用产生协同作用，机制上与其能够增加肿瘤组织中CD8+ IFN-γ+ T细胞数量有关 [17]。可惜SHP099具有光毒性和心脏毒性风险 [18]。
3.2. TNO155
为了克服SHP099存在的问题，诺华团队在分析其它苗头化合物时发现，硫醚类化合物(5)与SHP099的结合模式相似。为此他们利用5的硫醚片段对SHP099进行改造，结果发现化合物6对SHP2的生化抑制活性和对KYSE-520细胞系p-ERK水平的下调作用均有所提高。然而，硫醚的引入导致6的亲脂性升高(LogP = 3.6)，并且仍然存在hERG抑制作用和光毒性。共晶结构(PDB ID：7JVN)显示，6的作用模式与SHP099以及5类似。在生理条件下，碱性伯胺可通过质子化形成季铵盐，然后3个质子通过水分子介导间接与邻近的Thr108、Glu110和Thr253形成相互作用，提示将伯胺片段延伸至这些残基的附近，或许不需要水分子作介质而直接与残基作用。据此，将6的氨基延伸一个碳原子，7的活性提高两倍，但其脂溶性和hERG毒性无明显改善。为此，将7的二氯苯基替换成3-氯-2-氨基吡啶(8)，可以有效降低脂溶性(LogP = 1.97)，并且显著减弱对hERG的抑制作用 [18]。
接着，将8的甲基和亚甲基环合成环戊基，发现可稳定氨基的构象。其中S异构体(9)的活性优于R型异构体，特别是9的细胞活性显著增强。随后，在螺环中引入氧原子(10)能够降低氨基的pKa，并且能提高生化活性，但其细胞效力却显著降低。为了改善细胞渗透性和平衡整体分子的脂溶性，于四氢呋喃环上引入甲基，可在保持生化活性的基础上提高细胞效力，并且S,S-异构体(TNO155，11)效果更优(图4)。TNO155对SHP2的IC50值为0.011 μM，而其抑制KYSE-520细胞系中的p-ERK和细胞增殖的IC50值分别为0.011 μM和0.100 μM。共晶结构(PDB ID：7JVM)显示，TNO155延伸的氨基确实取代了原先蛋白结构中的水分子，并且直接与Thr108、Glu110及Phe113形成氢键作用。吡嗪N原子仍然可以与Arg111产生氢键作用，从而促进吡啶环与Arg111形成π-阳离子堆积作用。此外，吡嗪上的氨基与Glu250形成一个氢键，而吡啶上的氨基则与周围的水分子形成氢键网络，从而间接与Lys492相互作用 [18]。
TNO155具有良好的水溶性(0.736 mM)、中等亲脂性(Log P = 1.6)和较高的亲脂效率(>6)，并且无hERG抑制作用(IC50 > 30 μM)和光毒性。此外，各类磷酸酶和激酶的筛选结果表明TNO155对SHP2具有高度选择性抑制作用。PK实验表明，TNO155在四种临床前动物中均显示较低的清除率和较短的达峰时间(Tmax = 0.8~2.0 h)，并具有中等的血浆蛋白结合率(61%~81%)和较高的口服生物利用度(F = 60%~100%)。在EGFR驱动的KYSE-520食管癌异种移植模型中，TNO155显示剂量依赖性抗肿瘤活性，在10~20 mg/kg (bid)时肿瘤达到停滞状态 [18]。
基于临床前实验的良好数据，诺华公司于2017年4月将TNO155推入临床研究(NCT03114319)，并在2021年美国临床肿瘤学会(ASCO)年会上公布剂量探索研究初步结果。截至2021年2月8日，共有125名患者接受了不同的给药方案，其中超过一半的入组病人患有结直肠癌(52.8%)，其次为胃肠道间质瘤(16.8%)和非小细胞肺癌(12.0%)。截至数据统计时，共有94%的患者因各种原因停止治疗，其中多数因疾病进展(82%)。治疗相关的不良反应(AEs)多为1级或2级，并且未出现5级不良反应。PK分析表明，给药后TNO155可被迅速吸收，给药第1天中位达峰时间(Tmax)为1.1 h，中位半衰期(T1/2)为34 h。观察到的最佳反应为疾病稳定(SD)，共有28例(24%)患者报告SD，中位SD持续时间为5.6个月 [19]。
Figure 4. The structural optimization: from lead SHP099 to candidate TNO155
图4. 从先导化合物SHP099到候选药物TNO155的结构优化过程
从美国临床试验数据库(clinicaltrials.gov)查询可知，TNO155与其它药物联合使用的8项临床研究正在进行中。其中，与KRAS抑制剂联用最受关注。2019年，诺华最先与Mirati公司达成合作协议，共同开展TNO155与后者开发的KRASG12C抑制剂Adagrasib联合治疗携带KRASG12C突变的晚期实体瘤的临床试验。2021年，随着诺华自主研发的KRASG12C抑制剂JDQ443进入临床试验，该公司立即启动与TNO155联合疗法的I/II期研究。随后，安进公司和礼来公司也分别与诺华达成合作，将TNO155纳入他们各自研发的KRASG12C抑制剂Sotorasib和LY3537982的联合用药临床试验方案。至此，已有4款KRASG12C抑制剂与TNO155进行联合用药临床研究。此外，TNO155还与多款作用于SHP2相关靶点的药物联合使用，其中包括EGFR抑制剂(Nazartinib，I期)、BRAF抑制剂(Dabrafenib，Ib期)、MEK抑制剂(Trametinib，Ib期)、ERK抑制剂(LTT462，Ib期)和抗PD-1抗体(Tislelizumab或Spartalizumab，I/II期)等。
3.3. SHP389和SHP394
为了拓展作用于隧道状变构口袋的不同结构类型的抑制剂，诺华团队在SHP099基础上衍生出吡唑并嘧啶酮 [20] 和嘧啶酮 [21] 两类变构抑制剂。他们通过分析SHP099、苗头化合物12和13各自与SHP2结合的复合物晶体结构，发现与隧道状变构口袋结合的抑制剂主要包括五个药效团：与Glu250主链羰基作用的氢键供体、与Phe113作用的氢键供体、与Arg111胍基作用的氢键受体、与Arg111产生π-阳离子作用的片段、以及与Pro491和Leu254形成范德华力的芳基部分。据此，他们采用拼合原理设计得到吡唑并嘧啶酮类化合物14。该化合物对SHP2具有较强的抑制活性，并且能下调KYSE520细胞中p-ERK水平。14共晶结构(PDB ID：6MDB)证实了上述药效团模型所有相互作用的预测。此外，14还表现出可接受的PK参数(Cl = 34 mL/min/kg, F = 25%)，但其对hERG存在明显的抑制作用。为此他们参考TNO155的优化策略，引入螺环和氨基吡啶得到化合物15，其生化和细胞活性均明显提高，并且无hERG抑制作用。随后在吡啶氨基上引入环丙基(SHP389，16)，其生化和细胞效力均随亲脂性的增加而提高(图5)。共晶结构(PDB ID：6MDC)显示，SHP389的作用模式包含了上述药效团的大部分相互作用，此外，碱性氨基质子化后还能与Thr108和Glu110产生氢键。然而，SHP389在体外大鼠肝微粒体实验中表现出较高的清除率(Cl = 26.1 μL/min/mg, T1/2 = 53.2 min)，分布容积较大(3.9 L/kg)，终末半衰期为2.7 h，并且口服生物利用度仅为2%，因此不适合进一步开发 [20]。
Figure 5. The structural optimization: from hits 12 and 13 to preclinical candidate compound SHP389
图5. 从苗头化合物12和13到临床前候选化合物SHP389的结构优化过程
此外，为了降低结构优化的难度，诺华团队将14中的吡唑切除亚甲胺得到氨基嘧啶酮类化合物17，其活性与SHP099和14相当。随后采用TNO155优化的相似策略，在苯环与嘧啶酮之间插入硫原子，并引入螺环得到化合物18，其生化活性比17提高21倍，但对hERG无选择性。为此将二氯苯基替换成2-三氟甲基吡啶得到SHP394 (19) (图6)。尽管生化和细胞活性均有所下降，但该化合物具有良好的水溶性(0.98 mM)，且无hERG抑制作用。此外，SHP394在大鼠体内具有较低的清除率、良好的半衰期(Clint = 21 μL/min/mg，T1/2 = 10.9 h)、中等口服暴露量(1 mg/kg po, 0.45 μM·h)和生物利用度(F = 29%)。在Detroit-562小鼠模型中，单次剂量爬坡实验观察到剂量依赖性暴露和药效学标记物DUSP6 mRNA表达减少。在40 mg/kg (bid)给药组可在第21天观察到肿瘤停滞，而80 mg/kg (bid)给药组在14天后观察到了肿瘤消退。然而，SHP394的渗透性较差(PA-B = 1.02 × 10−6 cm/s)，并且观察到明显的外排现象 [21]。
Figure 6. The structural optimization: from lead 14 to preclinical candidate compound SHP394
图6. 从先导化合物14到临床前候选化合物SHP394的结构优化过程
尽管SHP389和SHP394的成药性不佳而无法作为候选药物推进临床开发，但其良好的活性证明了SHP2的隧道状变构口袋可以容纳不同结构类型的抑制剂。此外，值得一提的是，诺华公司上述的开创性工作引起了学术机构和业界的关注，多家制药公司纷纷跟进开展Me-too研究。
3.4. RMC-4550和RMC-4630
Revolution公司以SHP099为先导化合物，利用甲基替换吡嗪环上的氨基(20)，但其生化和细胞活性均有所下降。接着，他们采用TNO155的改造策略，将碱性氨基延伸出一个碳原子，并关环形成螺环化合物(21)，其生化活性和细胞效能分别提高3倍和4倍。共晶结构显示，吡嗪上的甲基占据一个由Leu254、Glu250和Pro491组成的疏水口袋，而Leu216则与吡嗪母核接近，提示在甲基的对位引入极性基团或许可以与Leu216形成氢键。为此在吡嗪2位引入羟甲基(22)，其生化活性和细胞效能均比21提高5倍(图7)。共晶结构显示，22的羟基的确可以作为氢键供体与Leu216的主链羰基形成相互作用。随后，在螺环上引入甲基和氧原子，RMC-4550 (23)可进一步提升活性 [22]，其在小鼠和大鼠的口服生物利用度分别达到52%和76%。重要的是，RMC-4550被证明在携带BRAF3类突变、致癌RAS突变和NF1LOF突变的人类癌症模型中均有效 [10]。此外，它可促进CD8+T细胞的浸润，减弱CSF1受体信号转导，从而选择性消耗促肿瘤M2巨噬细胞，并且通过独立于CD8+T细胞或IFN-γ的机制增加M1巨噬细胞数量，从而激活抗肿瘤免疫应答 [13]。然而，RMC-4550对SHP2E76K突变体的抑制作用较弱 [10]。
Figure 7. The structural optimization: from lead SHP099 to preclinical candidate compound RMC-4550
图7. 从先导化合物SHP099到临床前候选化合物RMC-4550的结构优化过程
为此，该公司进一步优化获得了候选药物RMC-4630 (结构未公开)，并于2018年与Sanofi公司签订合作开发协议，将RMC-4630推入临床研究(NCT03634982)。2019年，Revolution与安进公司合作推动RMC-4630与Sotorasib联合治疗携带KRASG12C突变的晚期实体瘤临床试验。2020年，Revolution在美国癌症研究学会(AACR)年会上公布了RMC-4630的临床前实验数据。结果显示，该候选药物能选择性抑制SHP2活性，其生化及细胞活性俱佳(SHP2 IC50 = 1.3 nM，H358细胞p-ERK IC50 = 20 nM，抗H358细胞增殖IC50 = 32 nM)，并且具有良好的水溶性(180 μM)、渗透性(PA−B = 125 nm/s)、口服生物利用度(F = 73%)和血浆蛋白结合率为(60%) [22]。随后，该公司在AACR的2021年会上公布了RMC-4630的I期临床数据。共有106名患者入组接受不同给药方案的治疗，其中49名患者为每日单次连续给药，余者均为间歇给药，即每周仅给药两天，最终以第一天和第二天分别给药200 mg为II期临床试验的推荐方案。在该剂量下仅有两例患者(20%)出现三级以上治疗相关不良反应。此外，在第二天给药后，血药浓度可达到凋亡阈值(EC75)，并且在整个给药周期内，患者血药浓度均在抑制细胞生长阈值(EC50)之上。在携带KRAS突变的非小细胞肺癌患者中，RMC-4630的疾病控制率(DCR)为58%，其中G12C突变患者的DCR可达75%。在携带NF1LOF突变的患者中，DCR为56%，其中一位子宫癌患者出现了肿瘤消退(CR) [23]。
从美国临床试验数据库查询可知，RMC-4630与其它抗癌药物联用的5项临床试验正在进行中，其中包括与EGFR抑制剂(Osimertinib，I/II期)、MEK抑制剂(Cobimetinib，I/II期)、ERK抑制剂(LY3214996，I期)、KRASG12C抑制剂(Sotorasib或Adagrasib，I/II期)和抗PD-1抗体(Keytruda，I/II期)等联用。与诺华的开发策略类似，RMC-4630与KRASG12C抑制剂联用深受关注，其中除了与Sotorasib联用治疗KRASG12C阳性NSCLC已进入II期临床外，RMC-4630还与Mirati公司的Adagrasib联合开展针对KRASG12C突变的晚期实体瘤I/II期研究。
3.5. IACS-15414和IACS-15509
IACS-15509 (BBP-398)是由德克萨斯大学安德森癌症中心(IACS)和Navire公司合作研发的SHP2变构抑制剂，已于2020年8月启动临床研究，其结构及活性数据尚未公布，但其类似物IACS-15414却已被报道。
在SHP099的基础上，IACS团队通过构建药效团模型设计得到吡唑并嘧啶酮类化合物24，其生化活性和细胞效力均较为理想，但其渗透率低且外排率高。将嘧啶酮环更换为吡嗪环(IACS-13909，25)，活性有所提升，而且渗透性获得明显改善(6 × 106 cm·s−1/8.5 × 106 cm·s−1 A-B/B-A)，但却对hERG产生较强的作用。为此，该团队分别尝试增强氨基片段和芳环片段的极性，然后在母核引入羟甲基，但收效甚微。随后，他们尝试采用3-芳基嘧啶酮替代吡唑并嘧啶酮(26)，结果发现26对hERG具有较高的选择性，然而其活性却明显下降。据此，他们采用螺环优化策略对26进行修饰，获得的IACS-15414(27)活性明显提高，并且对hERG无抑制作用(图8) [24]。
Figure 8. The structural optimization: from lead 24 to preclinical candidate compound IACS-15414
图8. 从先导化合物24到临床前候选化合物IACS-15414的结构优化过程
IACS-15414在啮齿类动物和非啮齿类动物体内均具有良好的PK参数。在MIA PaCa-2和KYSE-520异种移植小鼠模型中，该化合物均呈现时间依赖性和剂量依赖性抑制MAPK信号通路，并抑制KRASG12C突变和EGFRamp驱动的肿瘤生长，且具有良好的耐受性 [24]。然而，IACS-15414的活性仍不够理想。因此我们推测IACS-15509可能是在IACS-15414的基础上优化所获得的候选药物。目前该药正在进行治疗晚期实体瘤的I期试验(NCT04528836)。
3.6. 其它候选药物
国内多家药企也积极研发SHP2变构抑制剂，其中进展最快当属加科思公司。2020年，加科思与Abbvie达成合作协议，共同推动JAB-3068和JAB-3312 (结构尚未公开)临床开发，目前这两款候选药物均已通过FDA孤儿药资格认定(食管癌)。在联合用药中，它们也是与SHP2相关的靶点药物联合使用，如EGFR抑制剂Osimertinib、MEK抑制剂Binimetinib、KRASG12C抑制剂Sotorasib或JAB-21822、PD-1单抗Keytruda等。
此外，目前还有8款尚未公开结构的SHP2变构抑制剂已进入临床开发，包括圣和药业的SH3809 (CTR20210522)、勤浩医药的GH21 (CTR20213358)、奕拓药业的ET0038 (CTR20212444)、凌达生物的RG001 (CTR20212084)、诺诚健华的ICP-189 (CTR20220521)、Relay的RLY-1971 (NCT04252339)、Erasca的ERAS-601 (NCT04670679)和辉瑞的PF-07284892 (NCT04800822)。
3.7. 作用于新变构口袋的抑制剂
除了上述隧道状变构口袋外，诺华团队还报道了SHP2蛋白中适合小分子结合的另一个变构位点，即N-SH2和PTP结构域界面上的一个裂隙，距离隧道状变构口袋约20 Å，根据其形状称之为“闩锁”口袋。为获得结合于该口袋的小分子抑制剂，该团队发展新的筛选方法，在筛选得到苗头化合物后，利用先前构建的SHP2T253M/Q257L突变型蛋白剔除作用于隧道状口袋的化合物，得到SHP244 (28)。其对SHP2具有一定的抑制活性，而对PTP结构域无作用。对SHP244改造获得SHP844 (29)和SHP504 (30)，它们的生化活性明显提升(图9)。当SHP504与SHP099联用时，随着SHP504浓度的增加，SHP099的抑制活性亦轻微提高，二者共同使SHP2蛋白稳定于自抑制构象，表明两种抑制剂与靶蛋白的结合模式之间存在协同作用。此发现为将来解决作用于隧道状口袋的变构抑制剂的耐药问题提供了新的思路 [25]。
Figure 9. Representative SHP2 inhibitors binding to other allosteric sites
图9. 作用于新变构口袋的SHP2抑制剂
此外，埃默里大学Qu小组选择一个与隧道状口袋不同的SHP2表面口袋，通过虚拟筛选结合细胞活性测试，发现LY6 (31)抑制SHP2的IC50值为9.8 μM，是SHP1的7倍，并且对SHP2E76K突变体也具有相当的抑制活性(图9)。体外实验证实LY6与SHP2的直接结合，可有效抑制SHP2介导的细胞信号转导和肿瘤细胞增殖 [26]。
与此同时，阿默斯特学院Bishop团队发现一个在PTP结构域上的变构位点，其包含一个非保守的半胱氨酸残基(Cys333)。为此，他们通过筛选可逆共价抑制剂库发现苗头化合物32，对其优化得到SHP2不可逆抑制剂33，可惜其活性太弱，缺乏开发价值(图9) [27]。
3.8. SHP2E76A变构抑制剂
需要指出的是，在目前已披露的SHP2变构抑制剂中，大多数是针对野生型SHP2变构口袋而研发的抑制剂，它们对SHP2突变体的抑制作用通常并不理想。因此，人们针对一些常见的SHP2突变体开展变构抑制剂研究。
2017年，中科院上海有机所朱继东团队首次报道靶向SHP2E76A突变体的变构抑制剂。他们通过虚拟筛选获得苗头化合物34，其对SHP2E76A具有一定的抑制活性，并且对PTP催化域无抑制作用。将34中的苯环替换为萘环(35)可使生化活性提高7倍。采用4-甲基-4-氨基哌啶替代35中的胺基片段，并在萘环上引入溴原子(36)，其对SHP2E76A和SHP2WT的IC50值分别为0.71 μM和1.27 μM，表现出一定的选择性(图10)。实验表明，36能够抑制MAPK信号转导和YAP的表达，并能拮抗多种肿瘤细胞的增殖。此外，36在MV4-11移植瘤小鼠模型中也显示出一定的抑瘤作用 [28]。
4. 结语与展望
作为多条信号通路的枢纽，SHP2被认为是一个理想的癌症干预靶标。自本世纪初，人们便致力于SHP2抑制剂的研究，开发了一系列靶向PTP催化位点的正构抑制剂。然而，正构抑制剂往往对其它PTP也产生抑制作用，并且难以透过细胞膜，因此难以成药。直至2016年，诺华公司报道了第一款SHP2变构抑制剂SHP099，其以一种全新的变构抑制机制使SHP2蛋白稳定于自抑制构象。与SHP2正构抑制剂相比，SHP099具有较高的抑制活性和选择性，并且表现出良好的PK特性。在SHP099基础上优化所得的TNO155成为首款进入临床开发的SHP2变构抑制剂。随后，国内外多家生物制药公司纷纷押注SHP2赛道，逐渐将SHP2抑制剂的研究推向高潮。截至目前，已有13款SHP2变构候选药物进入临床开发。值得关注的是，在开展单药试验的同时，多家公司侧重推动与SHP2相关靶点药物的联合试验，其中与KRAS抑制剂联合疗法最受青睐。靶向SHP2的抗肿瘤疗法也因各项联合用药研究的深入开展显示出蓬勃生机。
Figure 10. The structural optimization process of the allosteric SHPE76A inhibitor 36
图10. SHPE76A变构抑制剂36的结构优化过程
然而尽管如此，SHP2抑制剂的研发仍然面临着许多挑战。首先，目前已报道的SHP2变构抑制剂大多数都是源自诺华公司的SHP099和TNO155，结构类型单一。其次，大多数SHP2变构抑制剂是针对野生型SHP2蛋白而研发，故对突变体活性普遍较弱，而现有的几款突变型SHP2抑制剂的活性却很弱 [8] [10] [29]，因此限制其进一步开发。然而，基因突变往往与耐药现象密切相关，因此研究针对致癌突变型SHP2的抑制剂迫在眉睫。再者，尽管已有13款候选药物进入临床试验，但进展仍然较为缓慢，而且作为“first-in-class”的TNO155在已披露的I期临床结果中报告的疾病稳定率仅为24%，表明该类“分子胶”化合物或许在成药性方面还需要进一步优化。此外，研究表明SHP2在不同肿瘤类型中扮演着不同的角色，如在部分白血病、非小细胞肺癌、宫颈癌等恶性肿瘤中，SHP2往往起着驱动作用，然而在某些肿瘤如肝细胞性肝癌(HCC)中却同时起到致癌与抑癌双重作用 [6]，这就提示我们需要对SHP2变构抑制剂的适应症进行更加深入的探索与研究。我们坚信随着研究的不断深入，上述难题会被逐个击破，“无药可及”的SHP2靶点终将会被人类所攻克，从而让靶向SHP2的抗肿瘤疗法惠及广大患者。
基金项目
国家自然科学基金项目(21977117)。
NOTES
*通讯作者。