1. 引言
汉麻(Cannabis sativa L.)被称为工业大麻，为大麻科(Cannabaceae)大麻属(Cannabis)一年生草本植物。汉麻中含有多种萜酚类次生代谢产物被称为大麻素，其中四氢大麻酚(Tetrahydrocannabinol, THC)和大麻二酚(Cannabidiol, CBD)是汉麻中两种重要的大麻素成分。四氢大麻酚是一种精神活性物质，具有成瘾性[1]。大麻二酚(Cannabidiol, CBD)是从大麻中提取的非成瘾性成分[2]，CBD具有抗癫痫、抗惊厥、抗焦虑、抗精神病、抗癌和抗风湿等功效[3]。近期的研究表明，CBD在调节恐惧记忆、皮肤保护及抗炎等方面展现了多种功能[4]，因此已逐渐成为多个学科领域内备受关注的研究主题。长期以来，汉麻的育种研究主要集中于提升出麻率。然而，由于汉麻是一种雌雄异株的异花植物，其种群内个体之间表现出显著的多样性，且遗传背景复杂，优秀性状的表现也存在不稳定性等问题，这使得育种工作面临了一定的挑战[5] [6]。
本文以愈伤组织为基础，通过外部影响条件：如培养基、温度、光照及生长激素等，研究愈伤组织培养生长情况和汉麻愈伤组织中大麻二酚的含量积累，从而得到最优化的培养条件。为进一步利用生物技术手段大规模培养汉麻愈伤组织生产CBD提供基础数据支撑。这也为药源植物汉麻资源的缺乏，种植时间采收期长等利用上的瓶颈，减少汉麻中活性物质的生产过程，降低其生产成本，缓解汉麻保护与利用之间的矛盾，为从愈伤组织提取药用天然有效成分提供基础理论依据，探索利用愈伤组织培养大麻二酚等汉麻中有效成分的工业化生产的可能性。
2. 材料和方法
2.1. 材料
汉麻幼嫩的根、茎段及叶片等外植体材料来源东北林业大学森林植物生态学教育部重点实验室培养。
2.2. 外植体处理及筛选
取长势良好、无病虫害的汉麻苗，流水冲洗30 min。浸入75%酒精表面消毒20 s，无菌水冲洗3次。0.1%的HgCl2溶液灭菌4~5 min后用无菌水冲洗3次。使用解剖刀将汉麻苗分为根、茎、叶3部分，根与茎切为1.0 cm左右的小段，叶片切为约1.0 cm × 1.0 cm大小，接种于MS + ZT 0.6 mg/L + IAA 0.4 mg/L诱导愈伤培养基表面。每部位处理5瓶，每瓶6个外植体。培养条件分为光暗交替(1800 Lx，8 h黑暗/16 h光照)，培养温度为25℃ ± 1℃，观察愈伤组织的生长情况，8 d后统计诱导率。
2.3. 汉麻愈伤组织的诱导
为研究不同激素浓度、不同培养基、不同光照，不同温度条件对愈伤组织诱导的影响。用汉麻的叶片为外植体，将叶片侵入75%酒精表面消毒20 s，无菌水冲洗3次；0.1%的HgCl2溶液灭菌4~5 min，无菌水冲洗3次。消毒后取约1.0 cm × 1.0 cm大小的汉麻叶片，在不同激素浓度配比(IAA浓度为0.2 mg/L、0.4 mg/L、1.1 mg/L与ZT浓度为0.2 mg/L、0.6 mg/L、1.1 mg/L)、不同培养基(B5、1/2 MS或MS培养基上)、不同光照(24 h光照、16 h光照、8 h光照和0 h光照)，不同温度条件(15℃ ± 1℃、25℃ ± 1℃和35℃ ± 1℃)进行培养。培养基中加入蔗糖30 g/L，琼脂7 g/L，调节培养基pH为5.8~5.83，121℃灭菌20 min。每种培养基接种5瓶，每瓶6块汉麻叶片，重复3次。观察愈伤组织的生长情况，接种30 d后，按照以下公式统计愈伤组织诱导率。
2.4. CBD含量的测定
称量10 mg CBD样品于10 ml容量瓶中，用甲醇溶解成1 mg/mL，而后逐级稀释为0.2 mg/mL、0.1 mg/mL、0.05 mg/mL、0.025 mg/mL、0.0125 mg/mL、0.00625 mg/mL，过膜。色谱条件：检测波长220 nm、色谱柱温30℃、进样品量为10 μL、流速1 mL/min、运行时间18 min，流动相A为0.1%冰乙酸超纯水溶液，流动相B为乙腈溶液，比例为25:75，以峰面积为横坐标，以标准样品浓度为纵坐标，建立标准曲线，(y = 561.63 x − 0.4169, R2 = 0.9999)。
将收集的愈伤组织至于60℃的烘箱过夜烘干，烘干后粉碎过80目筛，称取0.2 g样品，以料液比为1:20 (g/mL)加入甲醇溶剂4 mL，初始超声辅助提取10 min，提取1次，静置30 min，超速离心机4000 r/min下离心3 min，移取所有的上清液至10 mL容量瓶，再次提取，2次提取液混合，用旋转蒸发仪(40℃)蒸干后，用甲醇定容，定容至2 mL，过0.22 μm微膜，将其用高效液相色谱仪进行分析。
计算公式如下：
式中：C为根据标准曲线得出待测样品总大麻二酚浓度(mg/mL)；V为样液最后定容总体积(mL)；FW样品质量(g)。
2.5. 数据统计与分析
所有实验均平行三次，数据处理和分析使用SPSS25和Origin2024软件，方差分析采用one-way ANOVA法在P < 0.05水平下进行，极其显著P < 0.01。
3. 结果与分析
3.1. 不同部位外植体的筛选
为筛选外植体，该研究分别采用了幼根、幼茎、幼叶作为外植体进行愈伤组织诱导，接种后置于光暗交替(1800 Lx，8 h黑暗/16 h光照)，培养温度为25℃。结果见图1，叶片作为外植体时，其愈伤组织的诱导率最高达到88.55%。愈伤组织生长状态良好，所需时间短，呈淡黄色致密松散状，数量多且质量好，后续分化能力强。其次是幼茎，愈伤组织生长状态致密，颜色呈淡黄色，诱导率为56.11%。根作为外植体时，其诱导愈伤组织的能力最弱，仅为25.40%，愈伤组织则呈现黄白色，生长速度较慢，且在后期多趋于褐化。因此，幼叶被选为最佳外植体。
Figure 1. Effect of different parts of explants on callus induction
图1. 外植体不同部位对愈伤组织诱导的影响
3.2. 不同培养条件对汉麻愈伤组织诱导的影响
3.2.1. 激素对汉麻愈伤组织诱导的影响
Figure 2. The effect of different concentrations 6-BA and NAA on the callus induction of Cannabis sativa L.
图2. 不同浓度的6-BA和NAA对汉麻愈伤组织诱导的影响
为研究激素浓度对愈伤组织诱导的影响，筛选适宜激素浓度，该研究分别采用不同浓度的IAA与ZT组合进行愈伤组织的诱导。从图2中可以看出，当ZT浓度固定时，随着IAA浓度增加，其诱导率先增加后减。当IAA固定时，其诱导率也随ZT的浓度先增加后减。这说明不同浓度的ZT和IAA对汉麻愈伤组织的诱导有显著影响，最佳激素组合为0.4 mg/L IAA和0.6 mg/L ZT，诱导率为90.61%。愈伤组织生长状态良好，呈黄绿色松软，出愈时间短，数量多且质量好，后续分化能力强。
3.2.2. 培养基对汉麻愈伤组织诱导的影响
为研究培养基对愈伤组织诱导的影响，筛选合适培养基。同时，基于上述激素的影响结果，选择在三种不同效果的激素配比下，研究不同的培养基条件对愈伤组织诱导是否一致，如：诱导率最高：IAA 0.4 mg/L和ZT 0.6 mg/L；诱导率一般：IAA 1.1 mg/L和ZT 0.2 mg/L；诱导率最低：IAA 1.1 mg/L和ZT 1.1 mg/L。
实验发现(表1)，最佳诱导率：1/2 MS：97.47% > MS：90.61% > B5：68.68%，诱导率一般与诱导率较差实验组与其具有相同趋势。其中在1/2 MS培养基中增殖系数高，褐化程度轻，呈现黄绿色松散状态；而在MS和B5培养基中褐化较严重，结构质地较紧实。此外，在愈伤组织开始形成的时间也不同，最佳出愈时间：1/2 MS：13 d > MS：14 d > B5：18 d。综上所述，以1/2 MS为培养基诱导效果最好，以MS为培养基诱导效果次之，以B5为培养基诱导效果最差。
Table 1. The effect of different culture medium on the callus growth of Cannabis sativa L.
表1. 不同培养基对汉麻愈伤组织生长情况的影响
培养基 |
激素组合(mg/L) |
出愈时间(d) |
伤诱导率(%) |
生长情况 |
ZT |
IAA |
MS |
0.4 |
0.6 |
18 |
90.61 ± 1.92 e |
愈伤黄绿色，松软，大部分褐化 |
0.2 |
1.1 |
14 |
73.18 ± 1.92 b |
愈伤绿色，少部分死亡，紧实 |
1.1 |
1.1 |
20 |
56.55 ± 3.33 g |
愈伤绿色，紧实，大部分死亡 |
1/2 MS |
0.4 |
0.6 |
15 |
97.47 ± 1.92 d |
愈伤绿色，少部分死亡，紧实 |
0.2 |
1.1 |
13 |
76.12 ± 2.55 a |
愈伤黄绿色，松软，分化多 |
1.1 |
1.1 |
18 |
64.41 ± 2.55 f |
愈伤绿色，松软，出现玻璃化 |
B5 |
0.4 |
0.6 |
20 |
68.68 ± 2.14 f |
愈伤黄绿色，松软，大部分褐化 |
0.2 |
1.1 |
18 |
49.18 ± 1.86 c |
愈伤绿色，少部分死亡，紧实 |
1.1 |
1.1 |
23 |
32.10 ± 2.14 h |
愈伤黄色，紧实，大部分死亡 |
注：表中平均愈伤组织诱导率数据为平均值 ± 标准差，同列中不同字母表示差异显著(P < 0.05)，下同。
3.2.3. 光照时间对汉麻愈伤组织诱导的影响
基于激素的影响结果，选择在三种不同效果的激素配比下，研究不同光照时间对于愈伤组织诱导的影响。实验发现(表2)，光照时间为0 h、8 h、16 h、24 h培养时最佳诱导率分别为72%、89.22%、97.47%、66.44%；其中光照时间为16 h是诱导率最高，生长状态最好，愈伤组织为黄绿色，呈现较为松散的状态；8 h和0 h中愈伤组织多为黄色或者黄绿色，结构质地较紧实；光照时间为24 h时大部分褐化且死亡，部分玻璃化。此外，在愈伤组织形成开始的时间上也不同，最佳出愈时间：16 h:13 d > 8 h:14 d > 24 h:15 d > 0 h:18 d。综合分析，最佳的光照时间为16 h。
Table 2. The effect of different lighting time on the callus growth of Cannabis sativa L.
表2. 不同光照时间对汉麻愈伤组织生长情况的影响
光照时间 |
激素组合(mg/L) |
出愈时间(d) |
愈伤诱导率(%) |
生长情况 |
ZT |
IAA |
24 h |
0.4 |
0.6 |
15 |
66.44 ± 2.01 d |
愈伤绿色，松软，出现玻璃化 |
0.2 |
1.1 |
17 |
43.67 ± 1.53 f |
愈伤黄绿色，松软，大部分褐化 |
1.1 |
1.1 |
18 |
27.00 ± 2.52 h |
愈伤黄色，紧实，大部分死亡 |
16 h |
0.4 |
0.6 |
13 |
97.47 ± 1.92 d |
愈伤黄绿色，松软，分化多 |
0.2 |
1.1 |
15 |
76.12 ± 2.55 a |
愈伤绿色，少部分死亡，紧实 |
1.1 |
1.1 |
18 |
64.41 ± 2.55 f |
愈伤绿色，松软，出现玻璃化 |
8 h |
0.4 |
0.6 |
14 |
89.22 ± 2.27 b |
愈伤黄绿色，松软，分化多 |
0.2 |
1.1 |
16 |
56.89 ± 3.67 e |
愈伤绿色，少部分死亡，紧实 |
1.1 |
1.1 |
21 |
38.44 ± 1.84 g |
愈伤绿色，紧实，大部分死亡 |
0 h |
0.4 |
0.6 |
18 |
72.00 ± 3.46 c |
愈伤绿色，松软，出现玻璃化 |
0.2 |
1.1 |
20 |
53.78 ± 1.07 e |
愈伤黄绿色，松软，大部分褐化 |
1.1 |
1.1 |
21 |
30.11 ± 1.5 h |
愈伤黄色，紧实，大部分死亡 |
3.2.4. 温度对汉麻愈伤组织诱导的影响
基于上述实验结果，研究不同温度对于汉麻愈伤组织诱导率和生长情况的影响。实验发现(表3)，在15℃、25℃、35℃培养时最佳诱导率分别为57.11%、97.47%、73.78%；其中25℃时生长状态最好，褐化程度相对最轻，愈伤组织为黄绿色，呈现较为松散的状态；15℃时愈伤组织多为绿色，结构质地松软，少部分出现褐化及死亡现象；35℃中愈伤组织多为绿色，褐化程度严重且大部分死亡，结构质地较紧实。此外，在愈伤组织形成开始的时间上也不同，最佳出愈时间：25℃:13 d = 35℃:13 d > 15℃:19 d。综合分析，25℃时生长状态最好，35℃时诱导效果次之，15℃时诱导效果最差。
Table 3. The effect of different culture temperature on the callus growth of Cannabis sativa L.
表3. 不同培养温度对汉麻愈伤组织生长情况的影响
培养温度 |
激素组合(mg/L) |
出愈时间(d) |
愈伤诱导率(%) |
生长情况 |
6-BA |
NAA |
15℃ |
0.4 |
0.6 |
19 |
57.11 ± 2.36 d |
愈伤绿色，松软，少部分褐 |
0.2 |
1.1 |
21 |
30.22 ± 2.01 g |
愈伤绿色，松软，出现玻璃化 |
1.1 |
1.1 |
23 |
14.89 ± 3.29 h |
愈伤绿色，大部分死亡，紧实 |
25℃ |
0.4 |
0.6 |
13 |
97.47 ± 1.92 d |
愈伤黄绿色，松软，分化多 |
0.2 |
1.1 |
15 |
76.12 ± 2.55 a |
愈伤黄绿色，少部分死亡，紧实 |
1.1 |
1.1 |
18 |
64.41 ± 2.55 f |
愈伤绿色，松软，出现玻璃化 |
35℃ |
0.4 |
0.6 |
13 |
73.78 ± 2.04 b |
愈伤黄绿色，松软，出现玻璃化 |
0.2 |
1.1 |
16 |
54.11 ± 3.89 d |
愈伤绿色，紧实，出现玻璃化 |
1.1 |
1.1 |
17 |
37.78 ± 1.92 f |
愈伤绿色，大部分死亡，紧实 |
3.3. 不同培养条件下对CBD含量的影响
目前关于生长激素与汉麻愈伤组织中CBD关联的研究过少，我们可以从已有的研究中探讨生长激素和汉麻愈伤组织培养，以及CBD的提取和应用等方面的内容，来间接理解这一领域的研究现状。本文研究不同培养基、激素浓度、光照及温度对汉麻愈伤组织中CBD含量的影响。
3.3.1. 激素对CBD含量的影响
Figure 3. The CBD content of hemp callus under different culture conditions. (a: Hormone concentration; b: Culture medium; c: Lighting time; d: Culture temperature)
图3. 不同培养条件下大麻愈伤组织中CBD的含量(a：激素浓度；b：培养基；c：光照时间；d：培养温度)
上述研究发现激素浓度及种类对汉麻愈伤组织的诱导具有明显的影响，但对其中CBD含量影响未知。因此研究不同激素浓度对CBD含量的影响。图3(a)中，当ZT浓度固定时，CBD含量随着IAA浓度先增加后减少；同时当IAA浓度固定时，CBD含量随着ZT浓度先增加后减少。这现象说明，汉麻愈伤组织中CBD含量，在一定范围内随着激素浓度增加而增加，而当激素浓度过高时，其对CBD含量会产生抑制效果，这趋势和激素对汉麻愈伤组织诱导情况一致，可能激素通过促进和抑制汉麻愈伤组织的诱导从而对CBD含量产生效果。
3.3.2. 培养基对CBD含量的影响
基于激素对CBD含量的影响结果，选择在三种不同效果的激素配比下，研究不同培养基对CBD含量影响是否一致。如图3(b)，培养基对CBD含量具有明显影响，1/2 MS培养基CBD含量达到最高为160.62 μg/g，MS培养基CBD含量次之，在B5培养基下CBD含量最低为68.68 μg/g。同时发现，三种不同激素组合下，培养基对CBD含量影响与上述一致。因此得出结论，不同培养基对汉麻愈伤组织中CBD含量具有明显影响，1/2 MS培养基效果最佳，MS培养基效果次之，B5培养基效果最差。
3.3.3. 光照时间CBD含量的影响
基于上述结果，研究不同光照时间对CBD含量的影响。如图3(c)，不同光照时间对CBD含量具有明显影响，当激素浓度配比为IAA 0.4 mg/L和ZT 0.6 mg/L时，16h光照CBD含量达到最高为160.62 μg/g，24 h时91.12 μg/g，8 h时90.43 μg/g，0 h时最低为30.73 μg/g。这说明光照不足或过多均会抑制汉麻愈伤组织中CBD含量。在其他激素组合下，其光照对于CBD含量影响与最好的激素组合一致。由上述结果可知，当激素浓度适中时，光照时间为16 h效果最佳，24 h与8 h效果次之，0 h效果最差。同时在不同光照时间下，当激素浓度过高时，均会抑制CBD的含量。
3.3.4. 温度对CBD含量的影响
同时研究不同温度对汉麻愈伤组织中CBD含量的影响。如图3(d)，不同温度对CBD含量具有显著性影响，当激素浓度配比为IAA 0.4 mg/L和ZT 0.6 mg/L时，25℃时CBD含量最高为160.62 μg/g，35℃时CBD含量次之，15℃时最低为26.41 μg/g。而且在其他激素组合下，温度对于CBD含量影响与最好的激素组合一致。由上述结果可知，不同温度对汉麻愈伤组织CBD含量具有明显的影响，当激素浓度适中时，25℃效果最佳，35℃效果次之，15℃效果最差。
4. 讨论
4.1. 不同培养条件对汉麻愈伤组织诱导的影响
诱导愈伤组织是建立植物再生体系和遗传性转化等的重要途径，而适宜外植体是诱导的前提条件。本实验以汉麻叶、茎和根为外植体分别诱导愈伤组织，发现叶片为最适外植体，这与Wielgus等[7]以3个大麻品种的子叶、茎、根作为外植体，发现子叶的再生率最高，根最低的结论一致。
在植物组织培养中，当植物细胞经历脱分化形成愈伤组织的过程中，外源性激素能够通过调节内源性激素的合成与代谢，从而影响细胞分裂素和生长素的浓度[8] [9]。胡华冉[10]以“云麻1号”叶片作为外植体进行研究，发现0.4 mg/L TDZ与0.1 mg/L NAA结合的MS培养基，诱导出的愈伤组织大块并且翠绿。本试验采用了不同浓度的ZT与IAA组合进行愈伤组织的诱导，发现诱导率最高为90.61%的激素组合为0.4 mg/L的IAA和0.6 mg/L的ZT，且生长状态良好，呈黄绿色松软，出愈时间短，数量多且质量好，后续分化能力强。
培养基在植物组织培养过程中为离体材料的生长提供了必需的营养成分，是影响植物组织培养成败的核心因素。任俊涵等[11]以带节间的多倍体芦竹组培苗幼嫩茎段进行诱导，发现最佳培养基为1/2 MS，且愈伤组织全部呈胚性状态，结构松散、质地较硬、生长快速。该研究分别采用了MS、1/2 MS、B5三种培养基进行愈伤组织的诱导。研究发现，三种基本培养基均可有效诱导汉麻愈伤组织。然而，这三种培养基在愈伤组织的出愈率、生长速率、质地及颜色等方面表现出显著差异。其中，使用1/2 MS培养基的诱导效果最好，其次为MS，而B5培养基的诱导效果则相对较差。
光照等环境因子是影响植物组培生长的重要因素[12]。有无光照对愈伤组织的诱导率及愈伤组织的生长及质地有较大影响。本研究结果表明，当光照16 h时，诱导率达到最高，愈伤组织呈现出良好的生长状态，且颜色为黄绿色，结构较为松散；在24 h时，但大多数样本出现褐变和死亡，部分甚至出现玻璃化现象；而在光照时间为8 h和0 h的情况下，愈伤组织的生长速度极为缓慢，主要呈黄色，且结构相对紧实；说明植物组织在生长过程中，若光照时间不足，将无法有效激活光依赖性的代谢反应；反之，过强的光照则可能引发光抑制现象，降低光合作用的效率。
温度是影响愈伤组织形成以及调节药用植物次生代谢和有效成分积累的重要环境因子[13] [14]，本实验发现，在15℃、25℃和35℃的培养条件下，最佳诱导率分别达到了57.11%、97.47%和73.78%。在25℃环境中，愈伤组织表现出最佳的生长状态，褐化程度最轻，呈现黄绿色且结构较为松散；而在15℃条件下，愈伤组织主要为黄绿色，质地较软，但也有少量出现褐化和死亡的现象；在35℃下，愈伤组织多呈绿色，且褐化现象严重，大部分组织表现出死亡，结构则显得较为紧实。说明温度过高或过低，对汉麻愈伤组织的诱导均具有抑制作用。
4.2. 不同培养条件对CBD含量的影响
大麻二酚(CBD)是一种主要的植物大麻素，主要来源于汉麻，是汉麻主要的非成瘾性活性成分[15]。CBD能够抑制某些多酚对人类神经系统产生的负面效应。此外，其在治疗糖尿病、抑制乳腺癌转移、抗痉挛、缓解类风湿关节炎以及改善失眠等方面展现出一系列显著的生理活性作用[14] [16]。近年来，大量研究将大麻二酚应用于临床试验从而更好地研究其抑菌、抗炎、抗癌等活性，为人类健康发展提供有效保障[17] [18]，因此大麻二酚的提取制备得到广泛重视。
本试验对不同培养环境诱导的汉麻愈伤组织的CBD进行提取和定量分析。结果发现在MS和B5培养基中CBD含量低于1/2 MS基本培养基，这与愈伤组织诱导实验中结果一致，说明1/2 MS培养基中营养物质更适于汉麻愈伤组织积累CBD。同时激素浓度对CBD含量有显著影响，总体上看，随着激素浓度增加，CBD含量先增加后降低，说明适宜的培养基和激素浓度更有利于汉麻愈伤组织诱导和CBD含量的积累。
在一定范围内，光照可以促进原质体或黄化体向叶绿体的转化[19]。本研究发现光照对CBD含量影响明显，光照时间不足或过强，均对汉麻愈伤组织中CBD含量产生抑制现象，降低诱导率。然而其作用机制仍不明确，亟需进一步深入研究。但是这个变化趋势与光照对于愈伤组织诱导影响一致，因此推测光照时间通过促进和抑制汉麻愈伤组织的诱导从而对CBD含量产生效果。
温度对植物的生长发育及其有机物的产量积累有着显著的影响，大量研究表明植物体内叶绿素含量受到高温胁迫后下降[20]-[23]，王文重等[24]发现，经过不同温度处理后，对大麻中CBD含量及其调控机制也表现出不同的影响效果。王雅妮[25]以“中麻5号”为材料，发现26℃比23℃和29℃时更适合工业大麻生长和CBD的积累。为探究温度对愈伤组织中CBD含量积累的影响，本实验用三种温度去诱导汉麻愈伤组织，发现不同温度对汉麻愈伤组织CBD含量具有显著影响，其中25℃效果最佳，35℃效果次之，15℃效果最差。因此得出温度对汉麻愈伤组织积累CBD含量确有影响，温度过高或过低均会使得其生长变慢，导致CBD积累量减少。
同时实验发现，采用汉麻愈伤组织为材料进行CBD含量定量分析的实验结果相对于采用汉麻叶片为材料进行定量分析后得出的CBD含量偏低[26]，但是值得考究的是该实验选用汉麻愈伤组织作为材料进行CBD含量的测定，相对于种植汉麻实生苗，其具有更低的成本，更快速的生长，能大量培育从而大量产生CBD及其他次生代谢物的优点。
5. 结论
本研究以汉麻的根、茎、叶为材料进行愈伤诱导，确定了愈伤诱导的最优外植体部位；以汉麻叶片为实验材料进行愈伤诱导，优化汉麻愈伤组织诱导的培养基，最佳诱导条件为光暗交替(1800 Lx，8 h黑暗/16 h光照)下，培养温度为25℃时，培养基为1/2 MS，0.4 mg/L的IAA和0.6 mg/L的ZT，愈伤组织诱导率为97.47%，CBD含量为160.62 μg/g。本结果为进一步深入研究不同条件对汉麻快速繁殖体系及次生代谢物积累的影响以及相关分子机制提供了理论依据和实验基础，对工厂化提取及生产CBD提供理论基础。
基金项目
黑龙江省应用技术研究与开发计划项目(GA19B201-5)。
NOTES
*通讯作者。