1. 引言
磷是植物生长所必需的主要大量元素之一，参与光合作用、呼吸作用、细胞分裂、养分运输、生物固氮及信号转导等重要代谢过程[1]。然而，土壤中95%以上无机磷以磷酸钙、磷铁矿等难溶性形态存在，无法被作物直接吸收利用[2]。
高效溶解土壤难溶性无机磷对农业生产与生态环境具有重要意义。一方面可显著提升土壤有效磷含量，缓解作物磷素胁迫，促进植株营养生长与生殖生长，增强植株抗病性；另一方面可减少化学磷肥的盲目投入，降低磷肥流失造成的水体富营养化、土壤磷素累积污染等问题，兼具培肥土壤与降低面源污染的双重生态意义，是农田绿色生产与土壤肥力可持续调控的关键途径[3] [4]。
根际土壤中的解磷微生物(包括细菌、放线菌和真菌)是土壤生态系统磷循环的重要驱动因子，可将不可利用的磷转化为可利用形态，提升根际土壤有效磷含量，供植物吸收利用[5]。其中，解磷细菌(PSB)被公认为比土壤中的非解磷微生物具有更高效的磷酸盐溶解能力[6]。PSB通过产生葡萄糖酸盐等多种有机酸，降低周围土壤pH值，驱动磷酸盐增溶，促进根际磷素溶解；同时还能产生吲哚乙酸，刺激根系生长，增加根毛与侧根数量[7]。
据报道，土壤中存在着大量的解磷细菌，包括Bacillus、Erwinia sp.、Pseudomonas、Burkholderia、Flavobacterium sp.、Micrococcus sp.、Corynebacterium 和Xanthomonas sp.等[8] [9]。泛菌属菌株由于突出的环境多样性和适应性，以及多种生物合成及降解能力，近年来引起各国学者的关注，国内外关于泛菌属细菌的解磷研究有了越来越多的报道[10]。从突尼斯南部绿洲枣椰树(Phoenix dactylifera L.)根际土壤中分离得到Pantoea agglomerans对Ca3(PO4)2的体外增溶活性高达980 mg/L，有效地提高了半干旱土壤中有效磷的含量[11]。从韩国密阳大豆植物根际土壤中分离的Pantoea agglomerans R-42对Ca3(PO4)2的体外增溶活性高达1312 mg/L，并且具有抗盐和抗酸碱能力[12]。从黄河三角洲盐地碱蓬根际土壤分离的Pantoea vagans RPB03，在密闭、解磷菌较高盐、高温和碱性条件下解磷量达到300 mg/L以上，土壤有效磷含量从0.029 mg/kg提升至0.043 mg/kg [13]。从河北省迁安市油松根际分离的泛菌D2培养液有效磷含量提高为392.13 mg/L [14]。
黑龙江省是水稻、玉米和大豆三大作物的主产区，种植面积广阔，对土壤中有效磷的需求量较大。由于该省独特的地域与气候条件，现有多株筛选自南方高温高湿生境的生防菌，在低温环境下存在繁殖速度慢、活性衰减快、与土著微生物竞争能力弱等问题。目前，适配寒地黑土环境及作物品种的本土高效生防菌株较为稀缺，因此从三大作物生境中筛选出适合当地的新型促生长解磷菌具有重要实践价值。本研究拟从寒地水稻、玉米和大豆的根际土壤中筛选高效解磷细菌，探究该类细菌对土壤磷转化及植株促生能力的影响，以期为寒地解磷微生物肥料的研发提供适用于寒冷地区的优良菌株资源。
2. 材料与方法
2.1. 试验材料
2.1.1. 土样和水稻种子
土样采自黑龙江省种植的生长状态良好的玉米、大豆和水稻根际土壤。采样时，先去除植物根际表层土壤，再用无菌铲采集5~15 cm深的根际土壤，每个样点采集3份土样，装入有编号的自封袋后带回实验室。水稻种子三江6号购于黑龙江省宝山农场。
2.1.2. 供试菌株
金黄色葡萄球菌(Staphylococcus aureus) GIM1.160购于广东微生物菌种保藏中心。
2.1.3. 培养基
NBRIP培养基[15]，牛肉膏蛋白胨培养基，高氏I号培养基，马丁氏培养基，固体培养基中加入2%的琼脂粉，7 × 104 Pa灭菌30 min。
2.1.4. 主要试剂
(1) 细菌DNA快速抽提试剂盒、SpanPrep柱式PCR产物纯化试剂盒、Taq DNA聚合酶(5 U/μL)、dNTP (each 10 mmol/L)及引物均来自生工生物工程(上海)股份有限公司。硫酸、钼酸铵、钼锑抗、酒石酸锑钾和抗坏血酸等均为分析纯。
(2) 钼蓝比色液：按3 mol/L硫酸溶液:去离子水:5%抗坏血酸溶液:2.5%钼酸铵溶液 = 1:2:1:1 (v/v)混匀，即为钼蓝比色液，现用现配。
(3) 钼锑抗显色剂：量取163 mL浓硫酸(密度1.84 g/mL)，缓缓加入到400 mL蒸馏水中，不断搅拌，冷却。另称取10 g钼锑抗溶于约60℃的300 mL蒸馏水中，冷却。然后将浓硫酸溶液缓缓倒入钼酸铵溶液中，同时搅拌，再加入0.5%酒石酸锑钾溶液100 mL，冷却后，加蒸馏水稀释到1000 mL，摇匀，贮于棕色试剂瓶中，即钼锑抗贮存液。在钼锑抗贮存液加入1.5% (m/v)的抗坏血酸，混匀，即钼锑抗显色剂现用现配。
(4) Salkowski显色液：称取13.5 g FeCl3溶于100 mL水中，得到0.5 mol/L FeCl3溶液，吸取0.5 mol/L FeCl3溶液1 mL于50 mL蒸馏水中，再加入浓硫酸30 mL，冷却后定容至100 mL。
(5) CAS蓝色检测液：取6 mL浓度为10 mM的HDTMA溶液加入100 mL容量瓶中，用蒸馏水进行适度稀释；另将1.5 mL浓度为1 mmol/L的FeCl3溶液与7.5 mL浓度为2 mmol/L的CAS溶液均匀混合后，沿玻璃棒缓慢加入上述容量瓶中。随后，称取4.307 g无水双二甲胺(无水哌嗪)溶解于30 mL蒸馏水中，沿杯壁缓慢加入6.25 mL浓度为12 mmol/L的浓盐酸，将此混合溶液转移至上述容量瓶内，最后用蒸馏水定容至100 mL，即得到CAS检测液。
2.1.5. 仪器
生物显微镜(SB-20077，北京泰克仪器有限公司)，PCR仪(Tgradient，Biometra公司)，电泳仪(DYY-6C，北京六一厂)，全温摇床振荡器(ZHWY-2102，上海智城分析仪器制造有限公司)，高速离心机(HC-2517，安徽中科中佳科学仪器有限公司)，可见分光光度计(22PC05299，上海棱光技术有限公司)，数显酸度计(PHS-2C，杭州雷磁分析仪器公司)，数显电导率仪(DDS11A，上海雷磁公司)。
2.2. 方法
2.2.1. 土壤理化指标测定
土壤pH值和电导率(EC)的测定。取风干的土样，过筛(1 mm)。按土:水 = 1:2.5 (w/v)混合，用pH计测定土壤pH值。按土:水 = 1:5 (w/v)混合，用电导率仪测定土壤的电导率。
土壤绝对含水量的测定。采用干燥法测定土壤的绝对含水量。土壤含水量 = (原土重 − 烘干土重)/烘干土重 × 100%。
土壤有效磷测定。将5 g过筛(0.85 mm)的风干土样和一勺无磷活性炭置于250 mL的三角瓶中，加入100 mL 0.5 mol/L碳酸氢钠，25℃恒温震荡30 min，过滤，收集5 mL滤液于试管中，用钼锑抗比色法测有效磷的含量。
土壤微生物数量的测定。参照杜等方法进行土壤细菌、放线菌和真菌数量的测定[16]。
2.2.2. 解磷菌的筛选
用NBRIP培养基对解磷菌进行分离纯化。取10 g新鲜的土样，置于含90 mL无菌水和玻璃珠的三角瓶中，充分振荡，制成土壤稀释液。将100 μL土壤稀释液涂布在NBRIP培养基上，30℃恒温培养7 d。挑取有明显解磷圈的菌落，划线法转接至NBRIP培养基上进行反复纯化，纯化的单菌落转接于牛肉膏蛋白胨培养基斜面上，4℃低温保存备用。
2.2.3. 解磷菌解磷能力测定
通过解磷圈的大小定性评价菌株的解磷能力。将纯化的菌株接种于50 mL牛肉膏蛋白胨液体培养进行扩大培养中，37℃、140 r/min摇床培养12 h后，调整菌浓度至OD600 = 0.5 (108 CFU/mL)，取20 μL菌悬液滴加至NBRIP培养基的中央，30℃培养7 d，用游标卡尺测量菌落直径(C)和解磷圈直径(H)，计算增溶指数(SI) = 解磷圈直径(H)/菌落直径(C)。
通过测定NBRIP液体培养基(含有5 g/L Ca3(PO4)2)中可溶性磷含量来定量评价菌株的解磷能力。将100倍稀释的过夜培养物接种到100 mL NBRIP培养液中，30℃、140 r/min摇床培养8 d，每隔24 h定时取样，12,000 r/min离心5 min得到上清液，用钼蓝比色法测定可溶性磷含量，同时用酸度计测定上清液的pH值。以不接菌的NBRIP液体培养基为空白对照。
2.2.4. 解磷菌IAA分泌量的测定
将种子液按1%的接种量分别转接至含L-色氨酸的LB液体培养基中，于30℃、140 r/min条件下振荡培养72 h。取100 µL菌悬液与100 µL Salkowski显色液混匀，避光反应30 min后，使用分光光度计在530 nm波长下比色。以100 µL去离子水与100 µL Salkowski显色液的混合液作为参比液调零，测定并记录待测液的吸光值，代入IAA标准曲线公式计算菌株的IAA分泌量。
2.2.5. 解磷菌铁载体活性的测定
将菌株种子液按1%的接种量分别转接至KMB液体培养基和富铁KMB液体培养基中，于28℃、140 r/min条件下振荡培养72 h。取5 mL菌悬液以4000 r/min离心15 min，保留上清液；按体积比V (培养基上清液):V (CAS检测液) = 1:1颠倒混匀，反应10 min后，以去离子水为对照，使用分光光度计在630 nm波长下测定反应液的吸光值。铁载体表达量计算公式：Su = (Ar − A)/Ar × 100%。式中，Su-铁载体表达量；Ar-富铁KMB培养基上清液的OD值；A-KMB液体培养基上清液的OD值。
2.2.6. 菌株SP1的鉴定
(1) 形态及生理生化鉴定
将菌株SP1划线接种在牛肉膏蛋白胨培养基上，30℃培养24 h，观察菌落的形状、颜色、边缘及透明度等。挑取菌落边缘的菌体，进行革兰氏染色，以大肠杆菌(Escherichia coli)为参照，使用油镜观察细菌的形态。参照朱等人的方法对菌株主要的生理生化特性进行测定[17]。
(2) 菌株16S rDNA基因序列分析
用“细菌DNA快速抽提试剂盒”提取菌株SP1的全基因组DNA (gDNA)。以gDNA为模板，16S rDNA的通用引物(27F：5'-AGAGTTTGATCCTGGCTCAG-3'；1492R：5'-TACGGTTACCTTGTTACGACTT-3')进行PCR扩增。PCR反应体系：ddH2O 14.9 μL，10 × PCR Buffer 2 μL，Mg2+ (25 mmol/L) 1.2 μL，dNTP (each 10 mmol/L) 0.4 μL，27F (10 μmol/L) 0.5 μL，1492R (10 μmol/L) 0.5 μL，gDNA 0.1 μL，Taq DNA聚合酶(5 U/μL) 0.4 μL。PCR反应条件：94℃预变性5 min；94℃变性30 s，55℃退火30 s，72℃延伸1 min，30个循环；72℃终延伸5 min。PCR产物用SpanPrep柱式PCR产物纯化试剂盒纯化，送生工生物工程(上海)股份有限公司进行双向测序。在NCBI数据库对测得的16S rDNA序列进行Blast比对分析，MEGA 6.0软件进行系统发育树的构建。
2.2.7. 菌株SP1的溶血试验
将菌株SP1活化后，挑取单菌落接种于哥伦比亚血琼脂培养基上培养48 h，通过观察平板上是否出现溶血环判断菌株的安全性，并以金黄色葡萄球菌作为阳性对照菌株。
2.2.8. 菌株SP1盆栽试验
将未灭菌的土壤充分混合，过2 mm筛，每个花盆里装满400 g土壤。选取生长状态良好且长势相同的三江6号水稻幼苗，每盆移栽4株，深度2.0 cm。水稻在2种不同的处理下种植：(1) 对照组：试验土壤 + 未接种SP1的培养液；(2) 处理组：试验土壤 + 接种SP1的培养液。每个处理3次重复，将盆栽置于露天阳台上，每间隔一个月，施加等量相应培养液，共计5次，不施用任何肥料。待水稻成熟后分别测定水稻植株地上株高、地下根长、分蘖数、每穗饱满的籽粒数和千粒重。同时，测定水稻根际土壤的理化指标和细菌、放线菌和真菌3大微生物类群的数量。
2.2.9. 统计学分析
每个试验进行3次，数据以平均值 ± 标准差表示。用SPSS 17.0软件进行方差分析(ANOVA)，P < 0.05有统计学意义。用GraphPad Prism 8.3.0 进行作图。
3. 结果与分析
3.1. 解磷菌的筛选
利用NBRIP培养基从东北寒地种植的玉米、大豆和水稻根际土壤中初筛获得5株有明显溶磷圈的细菌(见表1)。5株细菌均为革兰阴性细菌，理化性质各不相同。利用NBRIP液体培养基对5株细菌进行解磷能力测定(见图1)。5种细菌培养到第4天，培养上清液中可溶性磷的含量最高，在700~900 mg/L之间不等。发酵液的pH值较初始pH值(7.0)有明显下降(P < 0.05)。其中，1号菌株培养上清液中可溶性磷含量为890.88 ± 16.51 mg/L，高于其它菌株，故以1号菌株为重点研究菌株，将其命名为SP1。
Table 1. The source of strains and solubilization index
表1. 菌株的来源及增溶指数
菌株编号 |
植物根际 |
地理位置 |
菌落直径 |
溶磷圈直径 |
溶磷指数 |
1 |
水稻 |
E 130˚49'29.99'' N 46˚55'18.15'' |
10.2 ± 0.1 |
16.1 ± 0.2 |
1.58 ± 0.02c |
2 |
水稻 |
E 130˚16'23.36'' N 46˚51'36.87'' |
10.2 ± 0.3 |
12.3 ± 0.2 |
1.21 ± 0.02d |
3 |
大豆 |
E 130˚49'51.79'' N 46˚55'19.24'' |
9.6 ± 0.4 |
15.4 ± 0.3 |
1.60 ± 0.12c |
4 |
大豆 |
E 130˚49'27.07'' N 46˚53'54.99'' |
8.4 ± 0.2 |
14.9 ± 0.5 |
1.77 ± 0.05b |
5 |
玉米 |
E 130˚49'31.04'' N 46˚55'17.28'' |
8.2 ± 0.2 |
15.6 ± 0.4 |
1.95 ± 0.01a |
Figure 1. P-solubilization contentin in broth of five bacterial strains cultured for four days
图1. 5株细菌培养4 d培养液中可溶性磷的含量
3.2. 菌株SP1的鉴定
3.2.1. 菌株形态及生理生化鉴定
菌株SP1在牛肉膏蛋白胨培养基上菌落呈规则的圆形，表面光滑，菌体黄色，革兰氏染色为阴性短杆菌(见图2)，能运动。生理生化测定结果见表2。
3.2.2. 菌株SP1的分子生物学鉴定
PCR扩增菌株SP1的16S rDNA并测序，将测得的基因序列提交至Genbank，基因序列号为ON564597.1。在NCBI数据库进行BLAST比对，根据序列的相似性进行系统发育树的构建(见图3)。菌株SP1与Pantoea eucalypti FBS135 (MK910226.2)的16s rDNA基因序列的相似性高达99.79%，说明二者具有高度的同源性。结合其形态和生理生化特性，初步鉴定菌株SP1为泛菌属细菌。
Table 2. Physiological and biochemical identification of strain SP1
表2. 菌株SP1的生理生化鉴定
试验项目 |
试验结果 |
试验项目 |
试验结果 |
葡萄糖产酸/产气 |
+/− |
明胶液化试验 |
+ |
甘露糖产酸/产气 |
+/− |
淀粉水解试验 |
− |
麦芽糖产酸/产气 |
+/− |
油脂分解试验 |
− |
蔗糖产酸/产气 |
+/− |
精氨酸双水解试验t |
− |
乳糖产酸/产气 |
−/− |
鸟氨酸脱羧酶试验 |
− |
吲哚试验 |
+ |
丙二酸盐试验 |
+ |
甲基红试验 |
+ |
接触酶试验 |
+ |
柠檬酸盐利用试验 |
+ |
氧化酶试验 |
− |
乙酰甲基甲醇试验 |
− |
形态 |
杆状 |
硝酸盐还原试验 |
+ |
革兰氏染色 |
− |
硫化氢试验 |
− |
运动性 |
+ |
注：+ 代表阳性(生长或反应)；− 代表阴性(不生长或不反应)。
Figure 2. Halo zone of strain SP1 on NBRIP medium (A) and the colony morphology of strain SP1 on beef extract-peptone medium (B)
图2. 菌株SP1在NBRIP培养基(A)上的溶磷圈和牛肉膏蛋白胨
培养基上(B)的菌落形态
Figure 3. Phylogenetic tree of rice rhizosphere strain SP1
图3. 水稻根际菌株SP1的系统发育树
3.3. 菌株SP1的溶血试验
在哥伦比亚血琼脂培养基上的溶血检测显示，对照菌株金黄色葡萄球菌菌落周围形成清晰透明的溶血环，菌株SP1未出现溶血环，说明菌株SP1不具有溶血能力，安全性较好(见图4)。
金黄色葡萄球菌 菌株SP1
Figure 4. The hemolytic phenomenon of the strain SP1 on Columbia blood agar medium
图4. 菌株SP1在哥伦比亚血琼脂培养基上的溶血现象
3.4. 菌株SP1解磷能力的测定
在NBRIP液体培养基中对菌株SP1进行8 d培养，菌株SP1培养上清液中可溶性磷含量随培养时间呈先升后降的趋势(见图5)。培养2~3天，上清液中可溶性磷含量显著增加(P < 0.05)；培养到第4天，上清液中可溶性磷含量最高，达900.31 ± 25.97 mg/L；继续培养，上清液中可溶性磷含量显著下降(P < 0.05)，但可溶性磷含量625.16 ± 26.84 mg/L以上。与初始pH值7.0相比，培养液中pH值呈先下降后上升趋势。培养第2天，pH值降到最低，为4.12 ± 0.04 (P < 0.05)，下降了2.88；培养到第5天，pH值逐步升高；继续培养，pH值处于动态平衡。
Figure 5. P-solubilization contentin and pH value in broth of strain SP1
图5. 菌株SP1培养液中可溶性磷含量及pH值
3.5. 菌株SP1 IAA分泌量和铁载体活性的测定
菌株SP1 IAA分泌量12.80 ± 1.38 mg/L；铁载体活性的Su值在50.61 ± 1.54%。
3.6. 菌株SP1对水稻生长的影响
从水稻根际分离的菌株SP1，回接到土壤中，对三江6号水稻生长的影响(见表3)。接种菌株SP1的处理组培养的水稻植株地上株高、地下根长、每株水稻的分蘖数和每穗饱满的籽粒数分别为63.00 ± 2.19 cm、13.57 ± 0.82 cm、4.60 ± 0.89和56.00 ± 1.63粒，均显著高于未接种菌株SP1的对照组(P < 0.05)。处理组地上株高比对照组(69.97 ± 2.71 cm)增高了11%，地下根长比对照组(9.20 ± 1.59 cm)增长了47.5%，每株水稻的分蘖数比对照组(3.20 ± 0.84)增加了43.8%，每穗饱满的籽粒数比对照组(42.67 ± 1.25)增多了31.2%。处理组植株的饱满籽粒的千粒重较对照组略有提高，但差异不显著。以上结果说明，施用菌株SP1可以促进水稻植株的生长，提高水稻的产量。
Table 3. Effects of strain SP1 on rice growth
表3. 菌株SP1对水稻生长的影响
处理 |
地上株高/cm |
地下根长/cm |
分蘖数/(个/株) |
饱满籽粒数/(个/穗) |
千粒重/g |
未接种SP1 |
63.00 ± 2.19b |
9.20 ± 1.59b |
3.20 ± 0.84b |
42.67 ± 1.25b |
23.63 ± 1.59a |
接种SP1 |
69.97 ± 2.71a |
13.57 ± 0.82a |
4.60 ± 0.89a |
56.00 ± 1.63a |
24.23 ± 1.85a |
3.7. 菌株SP1对土壤的理化性质和微生物数量的影响
通过测定水稻根际土壤的理化指标和3大微生物类群的数量，探讨菌株SP1对水稻根际土壤的影响(见表4)。与未接种菌株SP1的对照组相比，接种菌株SP1的处理组土壤的pH值和电导率显著下降(P < 0.05)，处理组有效磷含量显著升高(P < 0.05)，处理组和对照组的含水量无显著差异；接种菌株SP1的处理组土壤中细菌数量显著增加(P < 0.05)，放线菌和真菌的数量无显著差异，致使B/F比值显著增加(P < 0.05)。以上结果说明，施用菌株SP1可以提高水稻根际土壤的有效磷含量，降低土壤的pH值；同时，菌株SP1能在此土壤环境中大量的繁殖。
Table 4. Effects of strain SP1 on rhizosphere soil of rice
表4. Pantoea sp.菌株对水稻根际土壤的影响
处理 |
含水量/% |
pH值 |
电导率/ (μS/cm) |
有效磷/ (mg/kg) |
细菌/(×107 CFU/g) |
放线菌/(×106 CFU/g) |
真菌/(×105 CFU/g) |
B/F |
未接种SP1 |
19.50 ± 0.86a |
8.10 ± 0.11a |
420.33 ± 8.18a |
58.38 ± 0.76b |
1.08 ± 0.03b |
1.21 ± 0.08a |
2.76 ± 0.17a |
39.24 ± 3.53b |
接种SP1 |
21.43 ± 1.13a |
7.45 ± 0.03b |
335.00 ± 18.71b |
68.03 ± 1.32a |
2.61 ± 0.15a |
1.08 ± 0.06a |
2.19 ± 0.23a |
106.28 ± 14.76a |
4. 讨论与结论
黑龙江是水稻、玉米和大豆的主产区，2025年粮食总播种面积将稳定在1466.67万hm2以上。如此广阔的作物种植面积，对磷元素的供给量提出了巨大需求。尽管土壤中无机与有机形态的磷含量较为丰富，但它们常以难溶性螯合物的形式存在：例如水稻生长的稻田土壤长期处于还原状态，磷素易被铁、铝离子固定，形成难溶性的磷酸铁或磷酸铝；玉米等禾本科植物生长的旱地土壤中，磷素多以钙结合态(碱性土壤)或铁铝结合态(酸性土壤)存在；大豆等豆科直根系作物虽能深入土壤深层，并与根瘤菌形成共生固氮体系，但磷素是限制其固氮效率的关键因子。因此，从作物生长环境中筛选解磷菌，对于提升作物对磷的利用率、减少化肥投入具有至关重要的意义[18]。
本研究先后从3种作物的根际土壤中分离获得解磷菌50株。在相同的试验条件下，泛菌属、伯克霍尔德菌属和克雷伯菌属等革兰氏阴性细菌表现出较高的解磷活性。本研究分离鉴定的泛菌属菌株SP1在含有Ca3(PO4)2的NBRIP培养基上展现出了明显的溶磷圈，可溶解Ca3(PO4)2的能力高于700 mg/L。泛菌属是肠杆菌科能够产生黄色色素的一群革兰氏阴性细菌，属内的许多菌株显示出惊人的环境多样性和适应性，并具有多种生物合成和生物降解能力，可以在农业、环境和临床中有潜在的应用价值[10]。Pantoea sp. EA106是一种天然的水稻根际分离菌，通过高铁载体活性促进水稻生长，防止有毒砷在植物组织中积累[19]。在印尼巴厘岛花生根际分离的P. agglomerans的细菌悬液处理水稻种子，显著提高水稻植株生长和产量[20]。国内许多学者针对水稻内生泛菌多样性进行了研究，如李南南等研究表明泛菌属是水稻的灌浆期和成熟期的优势菌种之一[21]；严婷婷等认为泛菌属是种子内生细菌的常见菌种[22]。关于泛菌对植物的促生长研究方面主要集中在内生的成团泛菌方面。刘佳等认为，接种内生成团泛菌HAUM1提高宿主水稻的生物量、叶绿素及磷含量方面[23]。成团泛菌YS19很强的固氮活性和促生作用，通过分泌生长素影响自然培养的水稻植株中光合产物由茎、叶向穗的转移[24]。本试验分离得到的泛菌SP1，除具备高效溶解无机磷的能力外，还能分泌吲哚乙酸(IAA)并具有产铁载体活性，这预示着该菌株具有促进植物生长的潜能。试验以低溶性磷的碱性土壤为材料进行盆栽试验。接种菌株SP1处理后，提高土壤的有效磷含量、降低了碱性土壤的pH值，提高了土壤细菌的种群数量。同时，接种菌株SP1水稻生长参数显著高于未接种菌株SP1的对照组。这些结果表明，泛菌属细菌SP1有能力溶解碱性土壤中的无机磷酸化合物，降低了土壤的pH值。与此同时，接种SP1的处理组增加了水稻植株地上地下部分的生物量。尽管在饱满籽粒千粒重上没有显著差异，但其增加每株水稻的分蘖数和每穗饱满的籽粒数，其间接的增加了水稻的产量，证实了Pantoea eucalypti 对水稻生长的促生作用。
本研究从北方寒地种植的水稻根际土壤中分离的解磷菌株SP1为泛菌属细菌。该菌株适合北方地理和土壤环境条件，具有较强的解磷能力，能改善土壤的性质，促进水稻的生长发育。因此，菌株SP1有望开发成适合当地条件的、可靠的、有效的新的接种剂，可以减少化肥和农药的施用，促进农业的可持续发展。
基金项目
黑龙江省省属高等学校基本科研业务费项目(2020-KYYWF-0234)。
NOTES
*第一作者。